الأثر العلاجي لمستخلص نبات Ziziphus lotus ضد الاجهاد التأكسدي الناتج عن مبيد Deltamethrin على الفئران

المؤلفون

  • Djahra Ali Boutlelis مخبر البيولوجيا المحيط والصحة كلية علوم الطبيعة والحياة، جامعة الوادي، الجزائر
  • Benkaddour Mounia مخبر البيولوجيا المحيط والصحة كلية علوم الطبيعة والحياة، جامعة الوادي، الجزائر
  • Benkherara Salah قسم البيولوجيا، كلية علوم الطبيعة والحياة وعلوم الأرض، جامعة غرداية، الجزائر
  • Laib Ibtissam مخبر البيولوجيا المحيط والصحة كلية علوم الطبيعة والحياة، جامعة الوادي، الجزائر
  • Benine Chaima مخبر البيولوجيا المحيط والصحة كلية علوم الطبيعة والحياة، جامعة الوادي، الجزائر
  • Chrait Sabrina مخبر البيولوجيا المحيط والصحة كلية علوم الطبيعة والحياة، جامعة الوادي، الجزائر

DOI:

https://doi.org/10.35516/jjps.v18i2.2445

الكلمات المفتاحية:

المنتجات الطبيعية، Ziziphus lotus ، التغيرات البيوكيميائية، دلتامثرين، الإجهاد التأكسدي

الملخص

اختبرت هذه الدراسة الخصائص المضادة للأكسدة للمركبات الطبيعية المستخلصة من نبات السدر(Ziziphus lotus) الطبي، الذي استُخدم تقليديًا لعلاج اضطرابات الكبد ومقاومة التغيرات البيوكيميائية التي يُحدثها مبيد الحشرات دلتامثرين في الجرذان. شملت التجربة 30 جرذًا ذكرًا من نوع ويستر ألبينو، تم تعريضهم لمبيد دلتامثرين (7 ميكرولتر/كغ/يوم). بعد ذلك، تم إعطاء الجرذان مستخلصًا مائيًا من نبات السدر بثلاث جرعات مختلفة (100، 200، و400 مغ/كغ/يوم) عبر التغذية الأنبوبية. بعد 33 يومًا من العلاج، تم التضحية بالجرذان وجمع عينات الدم لتحليل المصل البيوكيميائي. كما تم حفظ أنسجة الكبد لتقييم التأثيرات مضادات الأكسدة. أظهرت النتائج أن عملية الاستخلاص المائي أنتجت 20%، مع تركيز عالٍ من البوليفينولات بلغ 0.142± 12.04 مغ مكافئ حمض الجاليك لكل ملليلتر من المستخلص. علاوة على ذلك، أظهر اختبار DPPH أن مستخلص السدر أبدى نشاطًا مضادًا للأكسدة بشكل كبير، حيث بلغت قيمة IC50=0.62 ± 0.146 ميكروغرام/ملل. أظهرت نتائج النشاط المضاد للأكسدة في الجسم الحي أنه في المجموعة المعرضة لدلتامثرين، انخفض وزن الجسم، بينما زادت مستويات أنزيمات الأسبارتات ترانساميناز (AST) والألانين ترانساميناز (ALT) والفوسفاتاز القلوي (ALP) والأميليز ألفا والكوليسترول والكرياتينين واليوريا (p < 0.05 مقابل مجموعة الشاهد)، مما يشير إلى وجود سمية كلوية وكبدية. كما انخفضت مستويات بيروكسيد الدهون (GSH) للدفاعات المضادة للأكسدة وزادت تركيزات المالونديالديهيد (MDA). أدى العلاج بمستخلص السدر بجرعاته الثلاثة إلى تحسين بعض وظائف الكبد والكلى وزيادة وزن الجسم. كما أثبتت وجود المركبات الثانوية في مستخلص السدر أن لها أنشطة بيولوجية كبيرة ومثيرة للاهتمام، بما في ذلك خصائص مضادة للأكسدة قوية في الاختبارات المخبرية وفي الجسم الحي.

المراجع

Hassan R R., Micheal M, W., Badr A M., Hassan M E. and Abdel-Wahhab M A., Impact of sub chronic administration of deltamethrin on autoimmune activity in rat. Pestic Biochem Physiol. 2024; 203: 106008. DOI: https://doi.org/10.1016/j.pestbp.2024.106008

Lindsay S W., Thomas M B. and Kleinschmidt I. Threats to the effectiveness of insecticide-treated bednets for malaria control: thinking beyond insecticide resistance. Lancet Glob. Health 2021; 9:325-1331. DOI: https://doi.org/10.1016/S2214-109X(21)00216-3

Deng F., Sun J., Dou R., Yu X., Wei Z., Yang C., Zeng X. and Zhu L. Contamination of pyrethroids in agricultural soils from the yangtze river delta, China. Sci. Total Environ. 2020; 731: 139181. DOI: https://doi.org/10.1016/j.scitotenv.2020.139181

Ilyas W M., Chavan G. and Gadkari C. Deltamethrin poisoning mimicking organophosphate poisoning: a case report. Cureus. 2023; 15(1): e34303. DOI: https://doi.org/10.7759/cureus.34303

Lu Q., Sun Y., Ares I., Anadón A., Martínez M., Martínez-Larrañaga M R., Yuan Z, Wang X. and Martínez M A. Deltamethrin toxicity: A review of oxidative stress and metabolism. Envi Res. 2019; 170: 260-281. DOI: https://doi.org/10.1016/j.envres.2018.12.045

Tuzmen N., Candan N., Kaya E. and Demiryas N. Biochemical effects of chlorpyrifos and deltamethrin on altered antioxidative defense mechanisms and lipid peroxidation in rat liver. Cell Biochem. Funct. 2008; 26:119-124. DOI: https://doi.org/10.1002/cbf.1411

Kumar A., Sasmal D. and Sharma. Mechanism of deltamethrin induced thymic and splenic toxicity in mice and its protection by piperine and curcumin: in vivo study. Drug Chem. Toxicol. 2018; 41(1):33-41. DOI: https://doi.org/10.1080/01480545.2017.1286352

Boldi A M. Libraries from natural product-like scaffolds. Curr Opin Chem Biol. 2004; 8: 281-286. DOI: https://doi.org/10.1016/j.cbpa.2004.04.010

Newman D J., Cragg G M. and Snader K M. Natural products as sources of new drugs over the period 1981− 2002. J. Nat. Prod. 2003; 66: 1022-1037. DOI: https://doi.org/10.1021/np030096l

Djahra A B., Benkaddour M. and Benkherara S. Evaluation of antimicrobial activity of medicinal plant Cotula cinerea against pathogenic strains. Ponte J, 2020a; 76(4):316-322. DOI: https://doi.org/10.21506/j.ponte.2020.4.25

Djahra, A B., Benkaddour M., Zeghib K., Benkherara S., Shaieb I., Ghania A. and Bdida S. Biofungicide activity of Datura stramonium leaf extract against phytopathogenic fungi. Int. J. Bio. Agric. Res. 2019; 2(1):1-5.

Benkherara S., Bordjiba O., Harrat S. and Djahra A B. Antidiabetic potential and chemical constituents of Haloxylon scoparium aerial part, an endemic plant from Southeastern Algeria. Int. j. second. metab. 2021; 8:398-413. DOI: https://doi.org/10.21448/ijsm.990569

Djahra A B., Benkaddour M., Benkherara S. and Ouahiba B. Antioxidant and hepatoprotective Potential of Coriandrum sativum L. against hepatic injury by Lambda-cyhalothrin insecticide. J. Drug Deliv. Ther. 2020b; 10:182-188. DOI: https://doi.org/10.22270/jddt.v10i3-s.4186

Zeghib K. and Boutlelis D. A. Food additive (sodium benzoate)-induced damage on renal function and glomerular cells in rats; modulating effect of aqueous extract of Atriplex halimus L. Iran J Pharm Res. 2021; 20:296.

Chebil L., Acylation des flavonoïdes par les lipases de Candida antarctica et de Pseudomonas cepacia: études cinétique, structurale et conformationnelle. Ph.D. Thesis. National Polytechnic Institute of Lorraine. Franch. 2006: 230.

Velioglu Y., Mazza G., Gao L. and Oomah B. Antioxidant activity and total phenolics in selected fruits, vegetables, and grain products. J. Agric. Food Chem. 1998; 46: 4113-4117. DOI: https://doi.org/10.1021/jf9801973

Bravo L., Polyphenols: chemistry, dietary sources, metabolism, and nutritional significance. Nutr rev.1998; 56:317-333. DOI: https://doi.org/10.1111/j.1753-4887.1998.tb01670.x

Anderson K J., Teuber S S., Gobeille A., Cremin P., Waterhouse A L. and Steinberg FM. Walnut polyphenolics inhibit in vitro human plasma and LDL oxidation. J Nutr. 2001; 131: 2837-2842. DOI: https://doi.org/10.1093/jn/131.11.2837

[19] Matkowski A. and Piotrowska M. Antioxidant and free radical scavenging activities of some medicinal plants from the Lamiaceae. Fitoterapia, 2006; 77:346-353. DOI: https://doi.org/10.1016/j.fitote.2006.04.004

Li H B., Cheng K W., Wong C C., Fan K W., Chen F. and Jiang Y. Evaluation of antioxidant capacity and total phenolic content of different fractions of selected microalgae. Food Chem., 2007; 102:771-776. DOI: https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2006.06.022

Benhammou N., Bekkara F A. and Panovska T K. Antiradical capacity of the phenolic compounds of Pistacia lentiscus L. and Pistacia atlantica desf. Adv. Food Sci. 2007; 29:155-161.

Litchfield J. and Wilcoxon F. A simplified method of evaluating dose-effect experiments. J Pharmacol Exp Ther. 1949; 96:99-113. DOI: https://doi.org/10.1016/S0022-3565(25)03549-9

Boutlelis D A. 2014. Etude phytochimique et activité antimicrobienne, antioxydante, antihépatotoxique du Marrube blanc ou Marrubium vulgare L. Ph.D. Thesis, Annaba University Algeria, 2014, p 114.

Djahra A B., Zoubiri F., Benkaddour M. and Gouasmia S. Antioxidant and Hepatoprotective Activity of Ephedra alata Extracts against Intoxication with Deltamethrin Pesticide in Male Rats. Pharmacophore. 2023; 14(1):19-24. DOI: https://doi.org/10.51847/JvqlbdZpR6

Bradford, M. M., A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem. 1976; 72: 248-254. DOI: https://doi.org/10.1006/abio.1976.9999

Weckbecker G. and Cory J G. Ribonucleotide reductase activity and growth of glutathione-depleted mouse leukemia L1210 cells in vitro. Can lett. 1988; 40:257-264. DOI: https://doi.org/10.1016/0304-3835(88)90084-5

Quintanilha A T. Membrane effects of vitamin E deficiency: bioenergetic and surface charge density studies of skeletal muscle and liver mitochondria. 1981. University of California.

Lee K W., Kim Y J., Lee H J. and Lee C Y. Cocoa has more phenolic phytochemicals and a higher antioxidant capacity than teas and red wine. J. Agric. Food Chem. 2003; 51:7292-7295. DOI: https://doi.org/10.1021/jf0344385

Salah B. Aspect Phytochimique et Activités Antibactérienne, Antioxydante ,Antihépatotoxique et Antinéphrotoxique de la plante Hammada scoparia (Pomel) Iljin de la région de Biskra (Sud-Est Algérien). Ph.D. Thesis. University of Annaba. Algeria. 2019. 143p.

Djemai Zoughlache S., Etude de l’activité biologique des extraits du fruit de Zizyphus lotus L. Ph.D. Thesis. University of Batna. Algeria. 2009: 196.

Djahra, A B., Benkaddour M., Benkherara S., Oualabi K., Ghania A. and Jdidi K. Evaluation of total phenolic contents and antioxidant potentials of ten medicinal plants from Algerian Sahara. Int. J. Bio. Agric. Res. 2018; 1(2):28-36.

Ibtissam L. and Djahra A. B. Phytochemical investigation of Helianthemum lippii L. aerial Dum. Cours part and evaluation for its antioxidant activities. Int. j. second. metab. 2022; 9:229-237. DOI: https://doi.org/10.21448/ijsm.999518

Jovanovic S V., Steenken S., Tosic M., Marjanovic B. and Simic M G. Flavonoids as antioxidants. J. Am. Chem. Soc. 1994; 116:4846-4851. DOI: https://doi.org/10.1021/ja00090a032

Siddhuraju P. and Becker K. The antioxidant and free radical scavenging activities of processed cowpea (Vigna unguiculata (L.) Walp.) seed extracts. Food chem. 2007; 101:10-19. DOI: https://doi.org/10.1016/j.foodchem.2006.01.004

Yuet Ping K., Darah I., Chen Y., Sreeramanan S. and Sasidharan S. Acute and subchronic toxicity study of Euphorbia hirta L. methanol extract in rats. BioMed research international. 2013; Vol 2013: 1-14 DOI: https://doi.org/10.1155/2013/182064

Ukwuani A., Abubakar M., Hassan S. and Agaie B. Toxicological studies of hydromethanolic leaves extract of Grewia crenata. Int J Pharm Sci Drug Res. 2012; 4:245-249. DOI: https://doi.org/10.25004/IJPSDR.2012.040405

Kehrer J P. Free radicals as mediators of tissue injury and disease. Crit. Rev. Toxicol. 1993; 23:21-48. DOI: https://doi.org/10.3109/10408449309104073

Mongi S., Mahfoud M., Amel B. and Kamel J. Protective effects of vitamin C against haematological and biochemical toxicity induced by deltamethrin in male Wistar rats. Ecotoxicol Environ Saf. 2011; 74:1765-1769. DOI: https://doi.org/10.1016/j.ecoenv.2011.04.003

Mossa A T H., Heikal T M. and Omara E A A. Liver damage associated with exposure to aspirin and diazinon in male rats and the ameliorative effect of selenium. Biomedicine & Aging Pathology. 2014; 4:137-145. DOI: https://doi.org/10.1016/j.biomag.2014.01.004

Boutlelis D A., Mounia B., Salah B., Hakim B., Rebiai A., Laib I., Chaima B., Djemaa F. and Islam R. Bio-Synthesis of Zinc Nanoparticle Using Helianthemum Lippii L. Extract and Improving in Rats Their Hepatoprotective Effects against Carbon Tetrachloride Induced Liver Damage. Ann Rom Soc Cell Biol. 2022; 26:1949-1963.

Prieto-Simón B., Campàs M., Andreescu S. and Marty J.L. Trends in flow-based biosensing systems for pesticide assessment. Sens. 2006; 6:1161-1186. DOI: https://doi.org/10.3390/s6101161

Singh B., Saxena A., Chandan B., Anand K., Suri O., Suri K. and Satti N. Hepatoprotective activity of verbenalin on experimental liver damage in rodents. Fitoterapia. 1998; 69:135-140.

Drotman R. and Lawhorn G. Serum enzymes as indicators of chemically induced liver damage. Drug Chem. Toxicol. 1978; 1:163-171. DOI: https://doi.org/10.3109/01480547809034433

Hayes, A W., and Kruger C L. (Eds.). Hayes' Principles and Methods of Toxicology (6e éd.). CRC Press. 2014: 2184. DOI: https://doi.org/10.1201/b17359

Ettinger S J. Pocket companion to the fourth edition of Textbook of veterinary internal medicine. WB Saunders Company, Philadelphia. 1995: 877.

AL-Zorri S G A. Some Physiological And Histological Effect Of Alcoholic Extract Tribulus Terrestris In Diabetic Female Rabbits. Ph.D. Thesis. Baghdad University. 2006: 180.

Abd Ali A R S. and Ismail H. The protective effect of honey against amikacin-induced nephrotoxicity in rats. Iraqi J Pharm Sci. 2012; 21: 85-93. DOI: https://doi.org/10.31351/vol21iss2pp85-93

Zeghib K., Boutlelis D A., Menai S. and Debouba M. Protective effect of Atriplex halimus extract against benzene-induced haematotoxicity in rats. Ukr Bioch J. 2021; 93:66-76. DOI: https://doi.org/10.15407/ubj93.04.066

Gatseva P D. and Argirova M D. High-nitrate levels in drinking water may be a risk factor for thyroid dysfunction in children and pregnant women living in rural Bulgarian areas. Int J Hyg Environ Health. 2008; 211:555-559. DOI: https://doi.org/10.1016/j.ijheh.2007.10.002

Jublanc C. and Bruckert E. Hypothyroidism and cardiovascular disease: role of new risk factors and coagulation parameters. In Seminars in Vascular Medicine, 2004: 145-151. DOI: https://doi.org/10.1055/s-2004-835372

Pearce E N. Hypothyroidism and dyslipidemia: modern concepts and approaches. Curr. Cardiol. Rep. 2004; 6:451-456. DOI: https://doi.org/10.1007/s11886-004-0054-3

Jahn C E., Schaefer E J., Taam L A., Hoofnagle J H., Lindgren F T., Albers J J., Jones E A. and Brewer H. B. Lipoprotein abnormalities in primary biliary cirrhosis: association with hepatic lipase inhibition as well as altered cholesterol esterification. World J Gastroenterol. 1985; 89: 1266-1278. DOI: https://doi.org/10.1016/0016-5085(85)90642-0

James G. and Pickering R. The protective effect of a novel compound RU 18492, on galactosamine-induced hepatotoxicity in the rat. Arzneimittel-forschung. 1976; 26: 2197-2199.

Venukumar M. and Latha M. Antioxidant activity of curculigo orchioides in carbon tetrachloride—induced hepatopathy in rats. Int J Clin Biochem Res. 2002; 17:80-87. DOI: https://doi.org/10.1007/BF02867976

Zeghib K. and Djahra A. Protective role of aqueous extract of Atriplex halimus L. Against benzene-induced damage on renal function and glomerular cells in rats. Asian J Pharm Clin Res. 2019; 12:387-392. DOI: https://doi.org/10.22159/ajpcr.2019.v12i3.30741

Sayyah M., Hadidi N. and Kamalinejad M. Analgesic and anti-inflammatory activity of Lactuca sativa seed extract in rats. J. Ethnopharmacol. 2004; 92:325-329. DOI: https://doi.org/10.1016/j.jep.2004.03.016

Qanwil, T., Malik, A., Mushtaq, A., Alamgeer, Muhamad Fayyaz Ur Rehman, M., & Gohar, U. F. Hypolipidemic and Vasoprotective Potential of Caralluma edulis: A Histological and Biochemical Study. Jordan Journal of Pharmaceutical Sciences. 2025; 18(1): 21–35. DOI: https://doi.org/10.35516/jjps.v18i1.2464

Shrestha, M., K.C., S., Sah, B. S., Kumar Jha, P., Khaitu, S., Pandey, B., Kishor Yadav, R., Gautam, A., & Yadav, B. Hydroethanolic Leaf Extract of Murraya Koenigii: Phytochemical Constituents and Biological Evaluation of its Toxicity and Antipyretic Activity in Wistar Albino Rats. Jordan Journal of Pharmaceutical Sciences. 2024; 17(4): 811–817. DOI: https://doi.org/10.35516/jjps.v17i4.2532

AlMallah, B., Al Laham, S., Alkhatib, R., & Al-Manadili, A. Evaluation of the Therapeutic Effect of Cardamom Extract on Nephropathy Induced by Aspirin in Rats Model. Jordan Journal of Pharmaceutical Sciences. 2025; 18(1): 146–159. DOI: https://doi.org/10.35516/jjps.v18i1.2668

التنزيلات

منشور

2025-06-25

كيفية الاقتباس

Ali Boutlelis, D., Mounia, B., Salah, B., Ibtissam, L., Chaima, B., & Sabrina, C. (2025). الأثر العلاجي لمستخلص نبات Ziziphus lotus ضد الاجهاد التأكسدي الناتج عن مبيد Deltamethrin على الفئران. Jordan Journal of Pharmaceutical Sciences, 18(2), 483–495. https://doi.org/10.35516/jjps.v18i2.2445

إصدار

القسم

Articles

الأعمال الأكثر قراءة لنفس المؤلف/المؤلفين